Наличие версии для слабовидящих (для инвалидов и лиц с ограниченными возможностями здоровья по зрению)

RU
EN
АЛТАЙСКИЙ ГОСУДАРСТВЕННЫЙ МЕДИЦИНСКИЙ УНИВЕРСИТЕТ
Бюллетень медицинской науки

ПРИРОДНЫЕ ПОЛИСАХАРИДЫ В СОСТАВЕ БИОМАТЕРИАЛОВ С ПРОКОАГУЛЯНТНОЙ И ГЕМОСТАТИЧЕСКОЙ АКТИВНОСТЯМИ В РАЗРАБОТКАХ ДЛЯ ВОССТАНОВЛЕНИЯ КОСТНОЙ ТКАНИ (ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ)

ПРИРОДНЫЕ ПОЛИСАХАРИДЫ В СОСТАВЕ БИОМАТЕРИАЛОВ С ПРОКОАГУЛЯНТНОЙ И ГЕМОСТАТИЧЕСКОЙ АКТИВНОСТЯМИ В РАЗРАБОТКАХ ДЛЯ ВОССТАНОВЛЕНИЯ КОСТНОЙ ТКАНИ (ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ)

УДК 611-018.4:612.396.11:615.273.55
DOI: 10.31684/25418475-2025-4-149

Белозерская Галина Геннадьевна
Национальный медицинский исследовательский центр гематологии Минздрава России, г. Москва

Дрозд Наталья Николаевна
Национальный медицинский исследовательский центр гематологии Минздрава России, г. Москва

Логвинова Юлия Сергеевна
Национальный медицинский исследовательский центр гематологии Минздрава России, г. Москва

Момот Андрей Павлович
Алтайский государственный медицинский университет, г. Барнаул
Алтайский филиал НМИЦ гематологии Минздрава России, г. Барнаул

Кабак Валерий Алексеевич
Национальный медицинский исследовательский центр гематологии Минздрава России, г. Москва

Неведрова Ольга Евгеньевна
Национальный медицинский исследовательский центр гематологии Минздрава России, г. Москва

Баранникова Лада Владимировна
Национальный медицинский исследовательский центр гематологии Минздрава России, г. Москва

Росса Артём Андреевич
Национальный медицинский исследовательский центр гематологии Минздрава России, г. Москва
Ключевые слова: сгусток крови, природные полисахариды, биоматериалы, прокоагулянтная активность, гемостатическая активность, регенерация костной ткани
Аннотация:

В настоящее время фокус в разработках биоматериалов для регенерации костной ткани сместился на реконструкцию матриц/каркасов, имитирующих естественное костное микроокружение и стимулирующих появление сгустков крови.

Цель. Анализ современных научно-исследовательских работ, посвященных исследованию влияния сгустков крови и биоматериалов, содержащих природные полисахариды с прокоагулянтной (in vitro-активация коагуляции плазмы/крови с появлением сгустка) и/или гемостатической (in vivo-остановка экспериментального кровотечения) активностью/-тями, на восстановление дефектов костной ткани.

Материалы и методы. Литературный обзор основан на анализе данных из баз eLibrary.ru, PubMed, Google Scholar. Ключевые слова, используемые для проведения поиска: «сгусток крови» (blood clot), «природные полисахариды» (native polysaccharides), «биоматериалы» (biomaterials), «водорослевые полисахариды» (algal polysaccharides), «растительные полисахариды» (plant polysaccharides), «гликозаминогликаны» (glycosaminoglycans), «остеокондукция» (osteoconduction), «остеоиндукция» (osteoinduction), «регенерация кости» (bone regeneration), «прокоагулянтная активность» (procoagulant activity), «гемостатическая активность» (hemostatic activity). Даты запросов – май-сентябрь 2025 г., глубина запроса – 2021-2025 годы.

Результаты. Для заживления костной ткани показаны важность наличия сгустков крови в месте дефекта, а также активация биоматериалами коагуляции крови или сокращение времени экспериментального кровотечения. Новые экспериментальные данные демонстрируют: эффективность биоматериалов, содержащих полисахариды водорослевого (альгинат), растительного (целлюлоза, крахмал), животного (хитин/хитозан, гиалуроновая кислота) происхождения, сочетающих прокоагулянтную/гемостатическую и остеогенную активности в исследованиях при восстановлении повреждений костной ткани; перспективность разработок биоматериалов, содержащих водорослевые фукоидан или каррагинан с остеогенной активностью, в сочетании с прокоагулянтно/гемостатически активным хитозаном.

Заключение. Для оптимизации остеогенных свойств композитных биоматериалов разных форм возможно использование некоторых полисахаридов природного происхождения с прокоагулянтной и/или гемостатической активностью.


Библиографические ссылки:

Xiao L., Ma Y., Crawford R., Mendhi J., Zhang Y., Lu H., Zhao Q., Cao J., Wu C., Wang X., Xiao Y. The interplay between hemostasis and immune response in biomaterial development for osteogenesis. Mater Today. 2022; 54: 202-224. https://doi.org/10.1016/j.mattod.2022.02.010

He W., Ding F., Zhang L., Liu W. In situ osteogenic activation of mesenchymal stem cells by the blood clot biomimetic mechanical microenvironment. Nat Commun. 2025; 16(1): 1162. https://doi.org/10.1038/s41467-025-56513-6

Gugliandolo A., Fonticoli L., Trubiani O., Rajan T.S., Marconi G.D., Bramanti P., Mazzon E., Pizzicannella J., Diomede F. Oral bone tissue regeneration: mesenchymal stem cells, secretome, and biomaterials. Int J Mol Sci. 2021; 22(10): 5236. https://doi.org/10.3390/ijms22105236

Žiaran S., Danišovič Ľ., Hammer N. Editorial: Tissue engineering and regenerative medicine: advances, controversies, and future directions. Front Bioeng Biotechnol. 2025; 13: 1568490. https://doi.org/10.3389/fbioe.2025.1568490.

Melo S.F., Pierrard A., Lifrange F., Caliari M., D'Emal C., Debuisson M., Sardon H., Delvenne P., Lancellotti P., Detrembleur C., Jérôme C., Oury C. Poly(hydroxy-oxazolidone) thermoplastic elastomers for safer, greener and customizable blood-contacting medical devices. Adv Healthc Mater. 2025; 14(23): e2502670. https://doi.org/10.1002/adhm.202502670

Liu C., Sha D., Zhao L., Zhou C., Sun L., Liu C., Yuan Y. Design and improvement of bone adhesive in response to clinical needs. Adv Healthcare Mater. 2024; 13(30): 2401687. https://doi.org/10.1002/adhm.202401687

Biranje S. S., Sun J., Shi Y., Yu S., Jiao H., Zhang M., Wang Q., Wang J., Liu J. Polysaccharide-based hemostats: recent developments, challenges, and future perspectives. Cellulose. 2021; 28(14): 8899-8937. https://doi.org/10.1007/s10570-021-04132-x

Guo Y., Xie X., Li J., Yao S. Recent advances in natural polysaccharide-based hemostatic sponges: a review. Polysaccharides. 2025; 6(2): 25. https://doi.org/10.3390/polysaccharides6020025

Shao H., Wu X., Xiao Y., Yang Y., Ma J., Zhou Y., Chen W., Qin S., Yang J., Wang R., Li H. Recent research advances on polysaccharide-, peptide-, and protein-based hemostatic materials: A review. Int J Biol Macromol. 2024; 261(Pt 1): 129752. https://doi.org/10.1016/j.ijbiomac.2024.129752

Fang Y., Guo W., Ni P., Liu H. Recent research advances in polysaccharide-based hemostatic materials: A review. Int J Biol Macromol. 2024; 271(Pt 2): 132559. https://doi.org/10.1016/j.ijbiomac.2024.132559

Beeharry M.W., Ahmad B. Principles of fracture healing and fixation: a literature review. Cureus. 2024; 16(12): e76250. https://doi.org/10.7759/cureus.76250

Dang Y., Zhang Y., Luo G., Li D., Ma Y., Xiao Y., Xiao L., Wang X. The decisive early phase of biomaterial-induced bone regeneration. Appl Mater Today. 2024; 38: 102236. https://doi.org/10.1016/j.apmt.2024.102236

Liu L., Wang Z., Sun Y., Liu Y., Li T., Zheng Q., Yang J., Dong H., Qi H., Xu Q. Cascade regulation of blood clot stabilization-cell migration-osteogenic differentiation by hollow hydrogels for periodontal bone regeneration and repair. Adv Healthc Mater. 2025; 14(20): e2500614. https://doi.org/10.1002/adhm.202500614

Everts P.A., Podesta L., Lana J.F., Shapiro G., Domingues R.B., van Zundert A., Alexander R.W. The regenerative marriage between high-density platelet-rich plasma and adipose tissue. Int J Mol Sci. 2025; 26(5): 2154. https://doi.org/10.3390/ijms26052154

Oliver D., Dzihan A., Mirko O., Miodrag V., Ivica L., Srdjan N., Predrag R., Mile B., Branko B., Milan M., Milan T., Srdjan S. Bioregenerative autologous scaffold made from bone marrow aspirate concentrate, cancellous bone autograft, platelet-rich plasma, and autologous fibrin to treat non-unions of the femur, humerus, and forearm bones: a case series. Regen Med. 2025; 20(4): 123-131. https://doi.org/10.1080/17460751.2025.2507504

Dalle Carbonare L., Cominacini M., Trabetti E., Bombieri C., Pessoa J., Romanelli M.G., Valenti M.T. The bone microenvironment: new insights into the role of stem cells and cell communication in bone regeneration. Stem Cell Res Ther. 2025; 16(1): 169. https://doi.org/10.1186/s13287-025-04288-4

Shim D.W., Hong H., Cho K.C., Kim S.H., Lee J.W., Sung S.Y. Accelerated tibia fracture healing in traumatic brain injury in accordance with increased hematoma formation. BMC Musculoskelet Disord. 2022; 23(1): 1110. https://doi.org/10.1186/s12891-022-06063-5.

Fujii Y., Yoshida T., Sato A., Ikehata M., Hatori A., Chikazu D., Ghanaati S., Kawase-Koga Y. Platelet-rich fibrin-conditioned medium promotes osteogenesis of dental pulp stem cells through TGF-β and PDGF signaling. Regen Ther. 2025; 30: 100-106. https://doi.org/10.1016/j.reth.2025.05.006

Bayer I.S. Advances in fibrin-based materials in wound repair: A Review. Molecules. 2022; 27(14): 4504. https://doi.org/10.3390/molecules27144504

Siawasch S.A.M., Yu J., Castro A.B., Dhondt R., Teughels W., Temmerman A., Quirynen M. Autologous platelet concentrates in alveolar ridge preservation: A systematic review with meta-analyses. Periodontol. 2000. 2025; 97(1): 104-130. https://doi.org/10.1111/prd.12609

Leiva-Gea L., Lendínez-Jurado A., Sánchez-Palomino P., Delgado-Ramos B., Corte-Torres M.D., Leiva-Gea I., Leiva-Gea A. Guided bone regeneration using a modified occlusive barrier with a window: a case report. Biomimetics (Basel). 2025; 10(6): 386. https://doi.org/10.3390/biomimetics10060386

da Costa N. M. M., Caetano H. I. P., Aguiar L. M., Parisi L., Ghezzi B., Elviri L., Zuardi L.R., de Oliveira P.T., Palioto D. B. The influence of physiological blood clot on osteoblastic cell response to a chitosan-based 3D scaffold - A pilot investigation. Biomimetics. 2024; 9(12): 782. https://doi.org/10.3390/biomimetics9120782

Li Z., Qin B., Liu H., Du S., Liu Y., He L., Xu B., Du L. Mesoporous silica thin film as effective coating for enhancing osteogenesis through selective protein adsorption and blood clotting. Biomed Mater. 2024; 19(5): 055040. https://doi.org/10.1088/1748-605X/ad6ac2

Li S., Man Z., Zuo K., Zhang L., Zhang T. Xiao G., Lu Y., Li W., Li N. Advancement in smart bone implants: the latest multifunctional strategies and synergistic mechanisms for tissue repair and regeneration. Bioact Mater. 2025; 51: 333-382. https://doi.org/10.1016/j.bioactmat.2025.05.004

Gai Y., Yin Y., Guan L., Zhang S., Chen J., Yang J., Zhou H., Li J. Rational design of bioactive materials for bone hemostasis and defect repair. Cyborg Bionic Syst. 2023; 4: 0058. https://doi.org/10.34133/cbsystems.0058

Iliou K., Kikionis S., Ioannou E., Roussis V. Marine biopolymers as bioactive functional ingredients of electrospun nanofibrous scaffolds for biomedical applications. Marine Drugs. 2022; 20(5), 314. https://doi.org/10.3390/md20050314

Deepika B.K., Devi G. Y., Pinto J. R., Bose B., Shenoy P. S. Sulphated polysaccharides and biomaterials: Steering stem cell fate. Carbohydrate Polymers. 2025; 369: 124308. https://doi.org/10.1016/j.carbpol.2025.124308

Wang X., Li H., Mu M., Ye R., Zhou L., Guo G. Recent development and advances on polysaccharide composite scaffolds for dental and dentoalveolar tissue regeneration. Polymer Rev. 2025; 65(1): 47-103. https://doi.org/10.1080/15583724.2024.2401992

Nasiripour S., Pishbin F., Seyyed Ebrahimi S.A. 3D Printing of a self-healing, bioactive, and dual-cross-linked polysaccharide-based composite hydrogel as a scaffold for bone tissue engineering. ACS Appl Bio Mater. 2025; 8(1): 582-599. https://doi.org/10.1021/acsabm.4c01476

Lv S., Yuan X., Xiao J., Jiang X. Hemostasis-osteogenesis integrated Janus carboxymethyl chitin/hydroxyapatite porous membrane for bone defect repair. Carbohydr Polym. 2023; 313: 120888. https://doi.org/10.1016/j.carbpol.2023.120888

Wu M.-H., Wang W., Chao F.-C., Hsieh C.-M., Chen L.-C., Lin H.-L., Ho H.-O., Huang T.-J., Sheu M.-T. One-pot fabrication of sacchachitin for production of TEMPO-oxidized sacchachitin nanofibers (TOSCNFs) utilized as scaffolds to enhance bone regeneration. Carbohydr Polym. 2021; 254: 117270. https://doi.org/10.1016/j.carbpol.2020.117270

Zhang J., Wang Q., Sefat F., Coates P., Zhang W., Zhang X., Song J. Nanofibrous chitin/Andrias davidianus skin secretion bioactive sponges with tunable biodegradation rates for bleeding wounds treatment. Chem Eng J. 2024; 488: 150884. https://doi.org/10.1016/j.cej.2024.150884

Zhang Z., Lin Z., Yu C., Lei S.I., Wang L., Wang F., Gao J., Meng W. Chitosan/oxidized cellulose composite nanofiber sponges: a rapid and effective hemostasis strategy for non-compressible hemorrhage. Carbohydr Polym. 2025; 361: 123655. https://doi.org/10.1016/j.carbpol.2025.123655

Inada L. F., Beneti I. M. Main processes of bone formation and regeneration through molecules and cells as biostimulators in buccomaxillofacial surgery: a systematic review. MedNEXT J Med Health Sci. 2024; 5(S2): 1-7. https://doi.org/10.54448/mdnt24S203

Elmeshreghi T. N., El-Seddawy F. D., Gomaa M., Ezzeldein S. A., Abd El Raouf M. Efficacy of a gelatin-based hemostatic sponge and hydroxyapatite–chitosan nanocomposites (nHAp/CS) on regeneration of radial bone defects in rabbits. Open Veter J. 2025; 15(1): 198. https://doi.org/10.5455/OVJ.2025.v15.i1.19

Lin Y.C., Ramanathan S., Wang H.Y., Lin Y.C., Liu W.C., Jones J.R., Cho N.J., Hu C.C., Chung R.J. Engineered bioactive glass-chitosan hybrid for dual tissue and bone regeneration multifunctional healing. Biomater Adv. 2025; 176: 214340. https://doi.org/10.1016/j.bioadv.2025.214340

Ji M., Yuan Z., Zhu Y., Han F., Zhao C., Yu X., Chen Z., Huang Y., Jiang H., Shi L., Ye C., Wan F., Tao R., Zhou Z. Strontium-based quaternary ammonium salt chitosan particles for ultrafast hemostasis of open fracture. Int J Biol Macromol. 2025; 304(Pt1): 140752. https://doi.org/10.1016/j.ijbiomac.2025.140752

Wang Z., Shi Y., Gao B., Dang Z., Yang S., Chung C. -H., Yu X., Zhou X., Lin Z., Cheang L.H., Tam M.S., Wang H., Zheng X., Wu T. Development of a multi-functional naringin-loaded bioglass/carboxymethyl chitosan/silk fibroin porous scaffold for hemostasis and critical size bone regeneration. Int J Biol Macromol. 2025; 290: 38888. https://doi.org/10.1016/j.ijbiomac.2024.138888

Tang X., Wang Y., Liu N., Deng X., Zhou Z., Yu C., Wang Y., Fang K., Wu, T. Methacrylated carboxymethyl chitosan scaffold containing icariin-loaded short fibers for antibacterial, hemostasis, and bone regeneration. ACS Biomat Sci Eng. 2024; 10(8): 5181-5193. https://doi.org/10.1021/acsbiomaterials.4c00707

Yuan J., He M., Yang J., Li K., Fan K., Luo H., Li B., Chen Y. A multifunctional highly adhesive hydrogel mimicking snail mucus for hemostatic coating. Chem Eng J. 2025; 506: 160110. https://doi.org/10.1016/j.cej.2025.160110

Zhang D., Huang Z., Tong L., Gao F., Huang H., Chen F., Liu C. Self-restoring cryogels used for the repair of hemorrhagic bone defects by modulating blood clots. Chem Eng J. 2024; 490: 151421. https://doi.org/10.1016/j.cej.2024.151421

Yu X., Han F., Feng X., Wang X., Zhu Y., Ye C., Ji M., Chen Z., Tao R., Zhou Z., Wan F. Sea cucumber‐inspired aerogel for ultrafast hemostasis of open fracture. Adv Healthc Mater. 2023; 12(26): 2300817. https://doi.org/10.1002/adhm.202300817

Surroca H. F., Pardo E. C., Ramírez-Andrés L., Nieto-Gonzalez E., Ferrer-Torregrosa J., Nieto-Garcia E. Effect of hyaluronic acid on the acceleration of bone fracture healing: A systematic review. Biomedicines. 2025; 13(6): 1353. https://doi.org/10.3390/biomedicines13061353

Sang F., Liu C., Yan J., Su J., Niu S., Wang S., Zhao Y., Dang Q. Polysaccharide-and protein-based hydrogel dressings that enhance wound healing: A review. Int J biol macromol. 2024; 280(Pt 1): 135482. https://doi.org/10.1016/j.ijbiomac.2024.135482

Zhou Y., Li M., Zheng H., Huang B., Liu G. A photothermal therapy-based composite hydrogel for sequential management of inflammation control and bone regeneration in severe periodontitis. J Mater Chem B. 2025; 13(33): 10225-10238. https://doi.org/10.1039/d5tb01510c

Lv Y., Fu X., Yang C., Yin P., Lei T. Functional hydroxypropyl methyl cellulose-based thermosensitive hydrogels: Biomineralization, procoagulant and antibacterial properties. Int J Biol Macromol. 2025; 318(Pt 4): 145325. https://doi.org/10.1016/j.ijbiomac.2025.145325

Schimper C. B., Pachschwöll P., Maitz M. F., Werner C., Rosenau T., Liebner F. Hemocompatibility of cellulose phosphate aerogel membranes with potential use in bone tissue engineering. Front Bioeng Biotechnol. 2023; 11; 1152577. https://doi.org/10.3389/fbioe.2023.1152577

Liu Z., Liu C., Zhou H., Liang C., Chen W., Bai Y., Ma X., Zhang Y., Yang L. Moldable self-setting and bioactive bone wax for bone hemostasis and defect repair. J Orthop Transl. 2025; 50: 223-234. https://doi.org/10.1016/j.jot.2024.11.009

Huang W., Cheng S., Wang X., Zhang Y., Chen L., Zhang, L. Noncompressible hemostasis and bone regeneration induced by an absorbable bioadhesive self‐healing hydrogel. Adv Funct Mater. 2021; 31(22): 2009189. https://doi.org/10.1002/adfm.202009189

Shokri M., Kharaziha M., Ahmadi Tafti H., Dalili F., Mehdinavaz Aghdam R., Baghaban Eslaminejad M. Engineering wet‐resistant and osteogenic nanocomposite adhesive to control bleeding and infection after median sternotomy. Adv Healthc Mater. 2024; 13(19): 2304349. https://doi.org/10.1002/adhm.202304349

Duan Q., Liu H., Zheng L., Cai D., Huang G., Liu Y., Guo R. Novel resorbable bone wax containing β-TCP and starch microspheres for accelerating bone hemostasis and promoting regeneration. Front Bioeng Biotechnol. 2023; 11: 1105306. https://doi.org/10.3389/fbioe.2023.1105306

Liu P., Wang J., Wang Y., Bai Y., Zhou H., Yang L. Pregelatinized hydroxypropyl distarch phosphate-reinforced calcium sulfate bone cement for bleeding bone treatment. Biomat Sci. 2024; 12(12): 3193-3201. https://doi.org/10.1039/D4BM00195H

Chen Y., Zhao W., Liu Z., Zhou H., Yang Z., Yang L. Self-assembled bioactive glass/starch/GelMA microspheres for hemostasis and bone regeneration in bone trauma emergency treatment. ACS Biomater Sci Eng. 2025; 11(8): 4954-4967. https://doi.org/10.1021/acsbiomaterials.5c00601

Unnikrishnan Meenakshi D., Ganesan P., Joseph P. S., Thekkila‐Veedu S., Pathayappurakkal Mohanan D., George A. M., Kandasamy R., Selvasudha N. Fucoidan‐based hydrogels in pharmaceutical and biomedical applications. In Book - Biopolym Pharm Food Appl. Editor Sougata Jana. 2024; Part 2, Chaper 19: 383-415. https://doi.org/10.1002/9783527848133.ch19

Dutta S.D., Hexiu J., Moniruzzaman M., Patil T.V., Acharya R., Kim J.S., Lim K.T. Tailoring osteoimmunity and hemostasis using 3D-Printed nano-photocatalytic bactericidal scaffold for augmented bone regeneration. Biomaterials. 2025; 316: 122991. https://doi.org/10.1016/j.biomaterials.2024.122991

He G., Chen Z., Chen L., Lin H., Yu C., Zhao T., Luo Z., Zhou Y., Chen S., Yang T., He G., Sui W., Hong Y., Zhao J. Hydroxyapatite/calcium alginate composite particles for hemostasis and alveolar bone regeneration in tooth extraction wounds. PeerJ. 2023; 11: e15606. https://doi.org/10.7717/peerj.15606

Hassanzadeh-Tabrizi S.A. Alginate based hemostatic materials for bleeding management: A review. Int. J. Biol. Macromol. 2024; 274 (Pt I): 133218. https://doi.org/10.1016/j.ijbiomac.2024.133218

Yan M., Pan Y., Lu S., Li X., Wang D., Shao T., Wu Z., Zhou Q. Chitosan-CaP microflowers and metronidazole loaded calcium alginate sponges with enhanced antibacterial, hemostatic and osteogenic properties for the prevention of dry socket after tooth removal. Int J Biol Macromol. 2022; 212: 134-145. https://doi.org/10.1016/j.ijbiomac.2022.05.094

Zhao T., Chen L., Yu C., He G., Lin H., Sang H., Chen Z., Hong Y., Sui W., Zhao J. Effect of injectable calcium alginate–amelogenin hydrogel on macrophage polarization and promotion of jawbone osteogenesis. RSC advances. 2024; 14(3), 2016-2026. https://doi.org/10.1039/D3RA05046G

Wang D., Sun Y., Zhang D., Kong X., Wang S., Lu J., Liu F., Lu S., Qi H., Zhou Q. Root-shaped antibacterial alginate sponges with enhanced hemostasis and osteogenesis for the prevention of dry socket. Carbohydr Polym. 2023; 299: 120184. https://doi.org/10.1016/j.carbpol.2022.120184.

Kostadinova M., Raykovska M., Simeonov R., Lolov S., Mourdjeva M. Recent advances in bone tissue engineering: Enhancing the potential of mesenchymal stem cells for regenerative therapies. Curr Iss Mol Biol. 2025; 47(4): 287. https://doi.org/10.3390/cimb47040287

Hedrich H. C., Hoefinghoff J. U.S. Patent Application No. 19/073,527. Hemostatic sponge. 2025.

Vasuthas K., Kjesbu J.S., Brambilla A., Levitan M., Coron A.E., Fonseca D.M., Strand B.L., Slupphaug G., Rokstad A.M.A. Fucoidan alginate and sulfated alginate microbeads induce distinct coagulation, inflammatory and fibrotic responses. Mater Today Bio. 2025; 31: 101474. https://doi.org/10.1016/j.mtbio.2025.101474

Hamrun N., Herdianto N., Gustiono D., Oktawati S., Kamil K., Marlina E., Ibriana I., Nurfaizah T., Arif A.R., Azalia F., Hasanuddin H. Synthesis, physical characteristics, and biocompatibility test of chitosan-alginate-fucoidan scaffold as an alternative material for alveolar bone substitution. BMC Oral Health. 2025; 25: 1199. https://doi.org/10.1186/s12903-025-06591

Kannan P.R., Sangkert S., Jiang C., Li Y., Zhao R., Iqbal M.Z., Kong X. Ultrasmall zinc oxide nanoparticle-reinforced chitosan-fucoidan scaffolds for enhanced antibacterial activity and accelerated osteogenesis. Int J Biol Macromol. 2025; 310 (Pt 3): 143390. https://doi.org/10.1016/j.ijbiomac.2025.143390

Alizadeh K., Dezvare Y., Kamyab S., Amirian J., Brangule A., Bandere D. Development of composite sponge scaffolds based on carrageenan (CRG) and cerium oxide nanoparticles (CeO2 NPs) for hemostatic applications. Biomimetics. 2023; 8(5): 409. https://doi.org/10.3390/biomimetics8050409

El Halawany M., Khashaba M., AbouGhaly M.H.H., Latif R. Tranexamic acid loaded in a physically crosslinked trilaminate dressing for local hemorrhage control: Preparation, characterization, and in-vivo assessment using two different animal models. Int J Pharm. 2024; 659: 124219. https://doi.org/10.1016/j.ijpharm.2024.124219

Mokhtari H., Tavakoli S., Safarpour F., Kharaziha M., Bakhsheshi-Rad H. R., Ramakrishna S., Berto F. Recent advances in chemically-modified and hybrid carrageenan-based platforms for drug delivery, wound healing, and tissue engineering. Polymers. 2021; 13(11): 1744. https://doi.org/10.3390/polym13111744

Roshanfar F., Hesaraki S., Dolatshahi-Pirouz A. Electrospun silk fibroin/kappa-carrageenan hybrid nanofibers with enhanced osteogenic properties for bone regeneration applications. Biology (Basel). 2022; 11(5): 751. https://doi.org/10.3390/biology11050751

Loukelis K., Papadogianni D., Chatzinikolaidou M. Kappa-carrageenan/chitosan/gelatin scaffolds enriched with potassium chloride for bone tissue engineering. Int J Biol Macromol. 2022; 209 (PtB): 1720-1730. https://doi.org/10.1016/j.ijbiomac.2022.04.129

Vargas-Osorio Z., Ruther F., Chen S., Sengupta S., Liverani L., Michálek M., Galusek D., Boccaccini A.R. Environmentally friendly fabrication of electrospun nanofibers made of polycaprolactone, chitosan and κ-carrageenan (PCL/CS/κ-C). Biomed Mater. 2022; 17(4): 045019. https://doi.org/10.1088/1748-605X/ac6eaa

Vargas-Osorio Z., González Castillo E.I., Mutlu N., Vidomanová E., Michálek M., Galusek D., Boccaccini A.R. Tailorable mechanical and degradation properties of KCl-reticulated and BDDE-crosslinked PCL/chitosan/κ-carrageenan electrospun fibers for biomedical applications: Effect of the crosslinking-reticulation synergy. Int J Biol Macromol. 2024; 265 (Pt 1): 130647. https://doi.org/10.1016/j.ijbiomac.2024.130647

Информация об авторах

Белозерская Галина Геннадьевна
д. м. н., заведующий лабораторией патологии и фармакологии гемостаза, НМИЦ гематологии Минздрава России, г. Москва.
E-mail: belozerskaya.g@blood.ru
WOS Research ID: N11152014, Scopus Author ID: 6505618169,
SPIN-код: 90052535.
https://orcid.org/0000-0001-8620-153Х

Дрозд Наталья Николаевна
д. б. н., ведущий научный сотрудник лаборатории патологии и фармакологии гемостаза, НМИЦ гематологии Минздрава России, г. Москва.
E-mail: drozd.n@blood.ru
WOS Research ID: M56142014, Scopus Author ID: 6604009192,
Author ID: 78216.
https://orcid.org/0000-0002-9278-7757

Логвинова Юлия Сергеевна
к. м. н., ведущий научный сотрудник лаборатории патологии и фармакологии гемостаза, НМИЦ гематологии Минздрава России, г. Москва.
E-mail: logvinova.y@blood.ru
WOS Research ID: Р41672014, Scopus Author ID: 36523487700,
SPIN-код: 119847, Author ID: 779772.
https://orcid.org/0000-0002-8392-1790

Момот Андрей Павлович
д. м. н., профессор, Алтайский государственный медицинский университет; ведущий научный сотрудник Алтайского филиала НМИЦ гематологии Минздрава России, г. Барнаул.
E-mail: xyzan@yandex.ru
WOS Research ID: M79232015, Scopus Author ID: 6603848680,
Author ID: 135048.
https://orcid.org/0000-0002-8413-5484

Кабак Валерий Алексеевич
ведущий специалист лаборатории патологии и фармакологии гемостаза, НМИЦ гематологии Минздрава России, г. Москва.
E-mail: kabak.v@blood.ru
WOS Research ID: U54712017, Scopus Author ID: 57206895630,
SPIN-код: 91591913, Author ID: 982096.
https://orcid.org/0000-0002-3851-7510

Неведрова Ольга Евгеньевна
к. б. н., ведущий научный сотрудник лаборатории патологии и фармакологии гемостаза, НМИЦ гематологии Минздрава России, г. Москва.
E-mail: nevedrova.o@blood.ru
WOS Research ID: М71432014, Scopus Author ID: 18537238300,
SPIN-код: 40182696, Author ID: 86680
https://orcid.org/0000-0001-9752-6647

Баранникова Лада Владимировна
специалист лаборатории патологии и фармакологии гемостаза, НМИЦ гематологии Минздрава России, г. Москва.
E-mail: barannikova.l@blood.ru
https://orcid.org/0000-0001-5192-5781

Росса Артём Андреевич
специалист лаборатории патологии и фармакологии гемостаза, НМИЦ гематологии Минздрава России, г. Москва.
E-mail: rossa.a@blood.ru